Імуногістохімічна оцінка впливу нейротрофічних факторів на сечовий міхур щурів з інфравезикальною обструкцією після введення біологічно активних композицій

  • В. Глоба Iнститут проблем крiобiології і кріомедицини НАН України, м. Харків, Україна https://orcid.org/0000-0002-1045-0756
  • Г. Божок Iнститут проблем крiобiології і кріомедицини НАН України, м. Харків, Україна https://orcid.org/0000-0002-4188-9286
  • Є. Легач Iнститут проблем крiобiології і кріомедицини НАН України, м. Харків, Україна https://orcid.org/0000-0002-0656-4515
  • Я. Самбург Харківський національний медичний університет, м. Харків, Україна https://orcid.org/0000-0001-5720-7684
  • О. Годлевська Харківський національний медичний університет, м. Харків, Україна https://orcid.org/0000-0001-7473-9711
  • О. Власенко Харківський національний медичний університет, м. Харків, Україна
DOI: https://doi.org/10.31450/ukrjnd.4(84).2024.06
Ключові слова: імуногістохімічні маркери, S100, актин, експресія білків, інфравезікальна обструкція, спiнальний ганглій, мантійні гліоцити, кондиційоване середовище.

Анотація

Мета роботи – вивчення імуногістохімічних характеристик сечового міхура (СМ) самок щурів із інфравезікальною обструкцією (ІВО) після внутрішньочеревного введення біологічно активних композицій (БАК) (кондицiйованих середовищ (КС) нативної і криоконсервованої культур мантійних гліоцитів (МГ), отриманих зi спінальних гангліїв (СГ).

Методи. ІВО моделювали лігатурним методом. БАК вводили тваринам внутрішньочеревно протягом 10 діб. Розраховували вiдносну площу вiдносної площi експресії білку S 100 та актину, як маркерів нервових i гладеньком'язових клітин сечового міхура. Тварин поділили на групи: 1 – інтактний контроль (n=15); 2 – КС від культури нативних МГ (n=7); 3 – КС від культури кріоконсервованих МГ (n=6); 4 – тварини з ІВО без лікування (n=15).

Результати. БАК, отримані від культури нативних і криоконсервованих МГ, брали участь у ремоделюванні структури сечового міхура, яка змінювалась під час ІВО. За візуальною оцінкою препаратів тканини СМ, які було піддано імуногістохімічному міченню антитілами до білку S100 та актину, встановлено збільшення вiдносної площі позитивного мiчення у тварин груп 2 і 3 порiвняно з групою 4 (без лiкування). Шляхом статистичного аналізу було встановлено збільшення вiдносної площi експресії досліджуваних маркерів нервових i м'язових структур за обома показниками у тварин групи 2 на 91,6% та на 78,9% (p = 0,004; p = 0,002 відповідно), порівняно з групою 4 (без лікування). Дещо інша тенденція була при порівнянні результатів групи 3. Встановлено статистично не значуще збільшення вiдносної площi експресії у тканинах СМ білку S100 (p>0,05) та значно більші показники експресії актину на 78,8% (p = 0,001), порівняно з групою без лікування.

Висновки. Встановлено позитивний вплив нейротрофiчних факторів, якi мiстяться у секретомах нативної/кріоконсервованої культур клітин СГ на експресію імуногістохімічних маркерів нервових i гладеньком'язових клітин сечового міхура при IВО у щурів. Визначено, що кріоконсервування впливає на характер біологічної активності секретомів культури клітин СГ. При цьому введення КС кріоконсервованої культури було ефективним для корегування наслідків IВО і схожим на вплив КС нативної культури.

Завантаження

Дані завантаження ще не доступні.

Посилання

Reddy SVK, Shaik AB. Non-invasive evaluation of bladder outlet obstruction in benign prostatic hyperplasia: a clinical correlation study. Arab Journal of Urology. 2019; 17 (4): 259–64. doi: 10.1080/2090598X.2019.1660071.

Malde S, Solomon E, Spilotros M, Mukhtar B, Pakzad M, Hamid R, et al. Female bladder outlet obstruction: Common symptoms masking an uncommon cause. LUTS: Lower Urinary Tract Symptoms. 2017; 11 (1): 72–7. doi: 10.1111/luts.12196.

Gosling JA, Gilpin SA, Dixon JS, Gilpin CJ. Decrease in the autonomic innervation of human detrusor muscle in outflow obstruction. Journal of Urology. Ovid Technologies (Wolters Kluwer Health).1986;136(2):501–4. doi: 10.1016/s0022-5347(17)44930-5.

Juan YS, Chuang SM, Jang MY, Chun‐Hsiung Huang, Chou Y, Wen-Jeng Wu, Longet C. Basic research in bladder outlet obstruction. Incon Pelvic Floor Dysfunct. [Internet].2011;5(1):1–6. Available from: http://www.tcs.org.tw/issue/folder/5_1/1-6.pdf.

Levin RM, Longhurst PA, Monson FC, Kato K, Wein AJ. Effect of bladder outlet obstruction on the morphology, physiology, and pharmacology of the bladder. The Prostate. Wiley.1990;17 (S3):9–26. doi: 10.1002/pros.2990170503.

Speakman MJ, Brading AF, Gilpin CJ, Dixon JS, Gilpin SA, Gosling JA. Bladder outflow obstruction–a cause of denervation supersensitivity. Journal of Urology. Ovid Technologies (Wolters Kluwer Health).1987;138(6):1461–6. doi: 10.1016/s0022-5347(17)43675-5.

Milicic I, Buckner SA, Daza A, Coghlan M, Fey TA, Brune ME, et al. Pharmacological characterization of urinary bladder smooth muscle contractility following partial bladder outlet obstruction in pigs. Eur J Pharmacol.2006; 532(1-2):107–14. doi: 10.1016/j.ejphar.2005.12.076.

Fusco F, Creta M, De Nunzio C, Iacovelli V, Mangiapia F, Li Marzi V, et al. Progressive bladder remodeling due to bladder outlet obstruction: a systematic review of morphological and molecular evidences in humans. BMC Urol. 2018; 18 (1):15. doi: 10.1186/s12894-018-0329-4.

Lin ATL, Juan Y-S. Ischemia, hypoxia and oxidative stress in bladder outlet obstruction and bladder overdistention injury. Low Urin Tract Symptoms.2012;4 (1):27-31. doi: 10.1111/j.1757-5672.2011.00134.x

Steers WD, Kolbeck S, Creedon D, Tuttle JB. Nerve growth factor in the urinary bladder of the adult regulates neuronal form and function. J Clin Invest. 1991;88(5):1709-15. doi: 10.1172/JCI115488.

Steers WD, Tuttle JB. Mechanisms of disease: the role of nerve growth factor in the pathophysiology of bladder disorders. Nat Clin Pract Urol. 2006;3(2):101-10. doi: 10.1038/ncpuro0408.

Zeng J, Xie K, Jiang C, Mo J, Lindstrom S. Bladder mechanoreceptor changes after artificial bladder outlet obstruction in the anesthetized rat. Neurourol Urodyn. 2011;31(1):178–84. doi: 10.1002/nau.21219.

Yoshimura N, Ogawa T, Miyazato M, Kitta T, Furuta A, Chancellor MB, et al. Neural mechanisms underlying lower urinary tract dysfunction. Korean J Urol. 2014;55(2):81-90. doi: 10.4111/kju.2014.55.2.81.

Ekman M, Zhu B, Swärd K, Uvelius B. Neurite outgrowth in cultured mouse pelvic ganglia - Effects of neurotrophins and bladder tissue. Auton Neurosci. 2017;205:41-49. doi: 10.1016/j.autneu.2017.03.004.

Adamowicz J, Juszczak K, Bajek A, Tworkiewicz J, Nowacki M, Marszałek A, et al. Morphological and urodynamic evaluation of urinary bladder wall regeneration: muscles guarantee contraction but not proper function-a rat model research study. Transplant Proc.2012;44(5):1429-34. doi: 10.1016/j.transproceed.2012.01.144.

Kim JH, Lee SR, Song YS, Lee HJ. Stem cell therapy in bladder dysfunction: where are we? And where do we have to go? Biomed Res Int. 2013; 2013: 930713. doi: 10.1155/2013/930713.

Hansebout CR, Su C, Reddy K, Zhang D, Jiang C, Rathbone MP, et al. Enteric glia mediate neuronal outgrowth through release of neurotrophic factors. Neural Regen Res.2012;7(28):2165–75. doi: 10.3969/j.issn.1673-5374.2012.028.001.

Collazos-Castro JE, García-Rama C, Alves-Sampaio A. Glial progenitor cell migration promotes CNS axon growth on functionalized electroconducting microfibers. Acta Biomater. 2016; 35: 42–56. doi: 10.1016/j.actbio.2016.02.023.

Ali S, Moiseieva N, Bozhok G. Cryopreservation of cell culture derived from dorsal root ganglia of neonatal pigs. Problems of Cryobiology and Cryomedicine. 2020; 30(2): 158-68. doi: 10.15407/cryo30.02.158.

Ali SG, Kovalenko IF, Bozhok GA. Some phenotypic characteristics of the dorsal root galglia cell culture of neonatal piglets. Bulletin of Problems Biology and Medicine.2019; 3(152): 46-50. doi: 10.29254/2077-4214-2019-3-152-46-50.

Zhang N, Ma L, Zhang J, Chen J. Improved model for the establishment and evaluation of detrusor overactivity in female Wistar rats. Int Braz J Urol. 2014;40(3):414-21. doi: 10.1590/S1677-5538.IBJU.2014.03.17.

Buchwalow IB, Böcker W. Immunohistochemistry: Basics and Methods. Berlin Heidelberg.2010:151 p. doi: 10.1007/978-3-642-04609-4.

Avtandilov GG. Medical morphometry.Management. M.:Medicine;1990:384 p.

Arms L, Vizzard MA. Neuropeptides in lower urinary tract function. Handb Exp Pharmacol.2011;(202):395-423. doi: 10.1007/978-3-642-16499-6_19.

Mundy AR. Neuropeptides in lower urinary tract function. World Journal of Urology.1984;2 (3):211–5. doi: 10.1007/bf00327003.

Beckel JM, de Groat WC. Neural control of lower urinary tract function. Oxford Res Encycl Neurosci.2019. doi: 10.1093/acrefore/9780190264086.013.270.

Imamura T, Ishizuka O, Nishizaw O. Bone marrow–derived cells regenerate structural and functional lower urinary tracts. Regenerative Medicine and Tissue Engineering.2013. doi: 10.5772/55558.

Sellers D, Chess-Williams R, Michel MC. Modulation of lower urinary tract smooth muscle contraction and relaxation by the urothelium. Naunyn-Schmiedeberg’s Archives of Pharmacology.2018;391(7):675–94. doi: 10.1007/s00210-018-1510-8.

Sidler M, Aitken K, Jiang J, Bijos D, Belik J, Bägli DJ. Finding NeMO-nerve-sparing mid-urethral obstruction: a pathophysiologically accurate model of rodent partial bladder outlet obstruction. Urology.2017;105:208.e1-208.e9. doi: 10.1016/j.urology.2017.03.032.

Liu S, Tao R, Wang M, Tian J, Genin GM, Lu TJ, et al. Regulation of cell behavior by hydrostatic pressure. Applied Mechanics Reviews. 2019;71 (4): 0408031–4080313. doi: 10.1115/1.4043947.

Skaper SD. The neurotrophin family of neurotrophic factors: an overview. Methods Mol Biol. 2012;846:1-12. doi: 10.1007/978-1-61779-536-7_1.

Zhu B, Ekman M, Svensson D, Lindvall JM, Nilsson B-O, Uvelius B, et al. Array profiling reveals contribution of Cthrc1 to growth of the denervated rat urinary bladder. Am J Physiol Renal Physiol. 2018;314(5):F893-F905. doi: 10.1152/ajprenal.00499.2017.

Donato R, Geczy CL, Weber DJ. S100 Proteins. Encyclopedia of Metalloproteins. 2013;1863–74. doi: 10.1007/978-1-4614-1533-6_48.

Daub B, Schroeter M, Pfitzer G, Ganitkevich V. Expression of members of the S100 Ca2-binding protein family in guinea-pig smooth muscle. Cell Calcium. 2003;33(1):1-10. doi: 10.1016/s0143-4160(02)00167-7.

Zheng Y, Chang S, Boopathi E, Burkett S, John M, Malkowicz SB, et al. Generation of a human urinary bladder smooth muscle cell line. In Vitro Cell Dev Biol Anim. 2012;48(2):84-96. doi: 10.1007/s11626-011-9473-9.

Hashimoto N, Kiyono T, Saitow F, Asada M, Yoshida M. Reversible differentiation of immortalized human bladder smooth muscle cells accompanied by actin bundle reorganization. PLoS One. 2017;12(10):e0186584. doi: 10.1371/journal.pone.0186584.

Zhang EY, Stein R, Chang S, Zheng Y, Zderic SA, Wein AJ, et al. Smooth muscle hypertrophy following partial bladder outlet obstruction is associated with overexpression of non-muscle caldesmon. Am J Pathol.2004;164(2):601-12. doi: 10.1016/S0002-9440(10)63149-5.

Zimmerman RA, Tomasek JJ, McRae J, Haaksma CJ, Schwartz RJ, Lin HK, et al. Decreased expression of smooth muscle α-actin results in decreased contractile function of the mouse bladder. J Urol. 2004;172(4 Pt 2):1667-72. doi: 10.1097/01.ju.0000139874.48574.1b.

Duan LJ, Qi J, Huang T, Gu X, Xu D, Kong XJ, et al. Pirfenidone attenuates bladder fibrosis and mitigates deterioration of bladder function in a rat model of partial bladder outlet obstruction. Mol Med Rep. 2015;12(3):3639-3647. doi: 10.3892/mmr.2015.3814.

Hughes FM, Sexton SJ, Ledig PD, Yun CE, Jin H, Purves JT. Bladder decompensation and reduction in nerve density in a rat model of chronic bladder outlet obstruction are attenuated with the NLRP3 inhibitor glyburide. Am J Physiol Renal Physiol. 2019;316(1):F113-F120. doi: 10.1152/ajprenal.00400.2018.

Nesteruk HV, Alabedalkarim NM, Kolot NV, Komaromi NA, Protsenko OS, Legach EI. Effect of conditioned media from glial cell cultures on the reproductive system of female rats of different ages. Problems of Endocrine Pathology. 2022;79(2):88–96. doi: 10.21856/j-PEP.2022.2.13.

Gill BC, Balog BM, Dissaranan C, Jiang H-H, Steward JB, Lin DL, et al. Neurotrophin therapy improves recovery of the neuromuscular continence mechanism following simulated birth injury in rats. Neurourol Urodyn. 2013;32(1):82-7. doi: 10.1002/nau.22264.


Переглядів анотації: 401
Завантажень PDF: 137
Опубліковано
2024-10-04
Як цитувати
Глоба, В., Божок, Г., Легач, Є., Самбург, Я., Годлевська, О., & Власенко, О. (2024). Імуногістохімічна оцінка впливу нейротрофічних факторів на сечовий міхур щурів з інфравезикальною обструкцією після введення біологічно активних композицій. Український Журнал Нефрології та Діалізу, (4(84), 49-56. https://doi.org/10.31450/ukrjnd.4(84).2024.06
Номер
№ 4(84) (2024): Український журнал нефрології та діалізу
Розділ
Оригінальні наукові роботи

Авторське право (c) 2024 Український Журнал Нефрології та Діалізу

Creative Commons License

TЦя робота ліцензується відповідно до Creative Commons Attribution-ShareAlike 4.0 International License.